血府逐瘀汤对血管紧张素Ⅱ诱导大鼠骨髓源内皮祖细胞衰老及 p53、SIRT1 蛋白表达的影响

刘芸 1，2，谢雪娇 1，张瑶3，谢辉1，郭宗耀1，张秋雁1，梁昊1，何莉1，杨漾 1

1.湖南中医药大学，湖南 长沙 410208；2.茶陵县中医医院，湖南 茶陵 412400；

3.宁乡县人民医院，湖南 宁乡 410600

摘要：目的 观察血府逐瘀汤对血管紧张素Ⅱ（AngⅡ）诱导大鼠骨髓源内皮祖细胞（EPCs）衰老及对

p53、SIRT1蛋白表达的影响，探讨其抗衰老的作用机制。方法 体外培养EPCs，加入 100 nmol/L AngⅡ诱导细胞衰老，建立 EPCs 衰老模型，随机分为正常组、模型组、miR-34a抑制剂组、血府逐瘀汤5%药物血清组、血府逐瘀汤10%药物血清组、血府逐瘀汤15%药物血清组。β-半乳糖苷酶染色法检测内皮祖细胞衰老，Western blot 检测 EPCs 中 p53 蛋白、SIRT1 蛋白的表达。结果 与正常组比较，模型组EPCs衰老数量明显增多（P＜

0.01），p53 蛋白表达量明显升高（P＜0.01），SIRT1 蛋白表达量明显降低（P＜0.01）；与模型组比较，miR-34a抑制剂组和5%、10%、15%药物血清组 EPCs 衰老数量显著减少（P＜0.01），miR-34a 抑制剂组和 10%、15%药物血清组 p53 蛋白表达显著降低（P＜0.05，P＜0.01），miR-34a 抑制剂组和 10%、15%药物血清组 SIRT1

蛋白表达明显升高（P＜0.05，P＜0.01）；与 miR-34a 抑制剂组比较，5%、10%、15%药物血清组 EPCs 衰老数

量显著增多（P＜0.05，P＜0.01），p53 蛋白表达明显升高（P＜0.05，P＜0.01），SIRT1 蛋白表达明显下降

（P＜0.01）；与 5%药物血清组比较，10%、15%药物血清组 EPCs 衰老数量明显减少（P＜0.01），p53 蛋白表

达显著降低（P＜0.01），SIRT1 蛋白表达显著升高（P＜0.01）；与10%药物血清组比较，15%药物血清组 EPCs

衰老数量明显减少（P＜0.01），p53 蛋白表达差异不明显，SIRT1 蛋白表达明显升高（P＜0.01）。结论 血府逐瘀汤能延缓 EPCs 的衰老，可明显降低衰老EPCs 中 p53蛋白的表达，显著增加衰老EPCs 中 SIRT1 蛋白的表达，其中以15%药物血清组效果最佳。

关键词：血府逐瘀汤；血管紧张素Ⅱ；内皮祖细胞；细胞衰老；p53；SIRT1；蛋白表达

DOI：10.3969/j.issn.1005-5304.2018.08.010

中图分类号：R285.5 文献标识码：A 文章编号：1005-5304(2018)08-0038-06

Effects of Xuefu Zhuyu Decoction on Senescence of Rat Bone Marrow-derived EPCs Induced by Angiotensin Ⅱ and Protein Expressions of p53 and SIRT1

LIU Yun1,2, XIE Xue-jiao1, ZHANG Yao3, XIE Hui1, GUO Zong-yao1, ZHANG Qiu-yan1, LIANG Hao1, HE Li1, YANG Yang1

1. Hunan University of Chinese Medicine, Changsha 410208, China; 2. Traditional Chinese Medical Hospital of Chaling County, Chaling 412400, China; 3. The People's Hospital of Ningxiang County, Ningxiang 410600, China Abstract: Objective To observe the effects of Xuefu Zhuyu Decoction on the senescence of bone marrow-derived endothelial progenitor cells (EPCs) induced by angiotensin Ⅱ (AngⅡ) and the protein expressions of p53 and SIRT1; To explore its anti-aging mechanism. Methods EPCs were cultured in vitro, and 100 nmol/L AngⅡ was used to induce cell senescence. The model of EPCs senescence was established. The experiment was divided into normal group, model group, miR-34a inhibitor group, 5% Xuefu Zhuyu Decoction serum group, 10% Xuefu Zhuyu Decoction serum group, 15% Xuefu Zhuyu Decoction serum group. β-galactosidase staining was used to detect the senescence of EPCs. The protein expressions of p53 and SIRT1 were detected by Western blot. Results Compared with the normal group, the number of aging EPCs in model group increased significantly (P<0.01); the expression of

p53 protein was significantly higher (P<0.01); the expression of SIRT1 protein was significantly decreased (P<0.01). Compared with the model group, the number of aging EPCs in the miR-34a inhibitor group and 5%, 10% and 15% Xuefu Zhuyu Decoction serum group was significantly decreased (P<0.01); the expression of p53 protein in miR-34a inhibitor group and 10% and 15% Xuefu Zhuyu Decoction serum groups was significantly decreased (P<0.01); the expression of SIRT1 protein in the miR-34a inhibitor group and 10% and 15% Xuefu Zhuyu Decoction serum groups were up-regulated (P<0.05, P<0.01). Compared with the miR-34a inhibitor group, the number of aging EPCs in 5%,

10% and 15% Xuefu Zhuyu Decoction serum groups was significantly increased (P<0.05, P<0.01); the expression of

p53 protein were significantly increased (P<0.05, P<0.01); the expression of SIRT1 protein were significantly decreased (P<0.05, P<0.01). Compared with the 5% Xuefu Zhuyu Decoction serum group, the number of aging EPCs in 10% and 15% Xuefu Zhuyu Decoction serum groups was significantly decreased (P<0.01); the expression of p53 protein were significantly decreased (P<0.01); the expression of SIRT1 protein were significantly increased (P<0.01). Compared with the 10% Xuefu Zhuyu Decoction serum group, the number of aging EPCs in 15% Xuefu Zhuyu Decoction serum group was significantly decreased (P<0.01); the expression of p53 protein was not significantly different; the expression of SIRT1 protein was significantly increased (P<0.01). Conclusion Xuefu Zhuyu Decoction can delay the senescence of EPCs, and its mechanism may be through down-regulation of p53 protein expression and up-regulation of SIRT1 protein expression, among which, 15% Xuefu Zhuyu Decoction serum group has the best effect.

Keywords: Xuefu Zhuyu Decoction; angiotensin Ⅱ; endothelial progenitor cells; cell senescence; p53; SIRT1; protein expressions

缺血性心脏病是由于冠脉循环改变引起冠脉血流和心肌需求之间不平衡而导致的心肌损害，其中以冠状动脉粥样硬化引起的冠状动脉狭窄和闭塞为特征的冠心病（coronary artery disease，CAD）是其最常见类型，尽管采取静脉溶栓、抗血小板、心脏介入治疗等多种方法，但其发病率和死亡率均仍居各类致死性疾病前列。CAD发生后，除疏通阻塞的冠脉外，还可通过血管新生产生侧支循环实现“自我搭桥”，

挽救更多的心肌，从而降低病死率[1-2]。作为血管内皮前体细胞的内皮祖细胞（EPCs）在血管新生中扮演

着重要的角色[3]。然而，病理状态下 EPCs 存在衰老

现象，严重影响其增殖和功能[4]。因此，延缓 EPCs衰老是提高其功能和数量实现冠脉阻塞后血管新生的关键环节。

活血化瘀是中医治疗 CAD 的根本大法，血府逐瘀汤是活血化瘀的经典名方。研究发现，血府逐瘀汤可诱导 EPCs 迁移至缺血区，促进血管新生，进而改

[5]善缺血区心肌缺血坏死 ，这种作用可能是通过抗EPCs 衰老而实现的。本实验通过观察血府逐瘀汤对血管紧张素Ⅱ（AngⅡ）诱导的大鼠骨髓源 EPCs 衰老及 p53、SIRT1 蛋白表达的影响，探讨血府逐瘀汤抗衰老的作用机制。

1 实验材料

1.1 动物

取原代 EPCs 用的 SD雄性大鼠 40 只，SPF 级，

4 周龄，体质量 100 ～ 110 g ，动物合格证号

43004700025025；取血清用的 SD 雄性大鼠 40 只， SPF 级，体质量 250 ～ 280 g ，动物合格证号

43004700024153。以上动物均由湖南中医药大学动物实验中心提供，饲养于湖南中医药大学实验动物中心清洁级动物房，温度 20～25 ℃，相对湿度 55%～

60%，自由摄食饮水。

1.2 药物及制备血府逐瘀汤，出自王清任《医林改错》：每剂当

归三钱（9 g），生地黄三钱（9 g），桃仁四钱（12 g），

红花三钱（9 g），枳壳二钱（6 g），赤芍二钱（6 g），

柴胡一钱（3 g），甘草二钱（6 g），桔梗一钱半（4.5 g），

川芎一钱半（4.5 g），牛膝三钱（9 g）。饮片购于湖南中医药大学第一附属医院。加10倍量水浸泡 0.5 h，再用电热套加热回流提取1 h，过滤；第 2 次加 8 倍量水，同法再煮1 h。合并 2次煎液，浓缩至含原药材 1.56 g/mL。

1.3 主要试剂与仪器

EGM-2 培养基，美国LONZA 公司（CC-4147）；

青-链霉素，上海碧云天生物科技公司（ST488）；大

鼠骨髓源淋巴细胞分离液，天津灏洋公司（LTS1083）； PBS，Hyclone 公司（SH30256.01B）；DMEM 高糖培养基，Hyclone 公司（SH30023.01B）；胎牛血清（fetal bovine serum，FBS），BI 公司（04-001-1A/B）；细胞衰老β-半乳糖苷酶染色试剂盒，上海碧云天生物科技

公司（C0602）；p53（acety k370），英国 Abcam 公司（ ab183544 ）； SIRT1 ，美国 proteintech 公司

（13161-1-AP）；AngⅡ，阿拉丁公司（4474-91-3）；

CD133 一抗，美国 Novus 公司（NB120-16518）；CD34抗体，美国 Santa Cruz 公司（SC-7324-FITC）；CD133二抗，美国 CST 公司（14705s）。超净工作台，北京

亚泰（YT-CJ-2NB）；低速离心机，知信仪器（SL02）；

二氧化碳培养箱，上海三藤仪器（DH-160I）；解剖显微镜，上海光学仪器一厂（XTZ-D/E）；台式冷冻离心机，德国 Eppendorf（TGL-18R）；荧光定量 RCP仪，美国 Thermo（PIKO REAL 96）；恒温水浴箱，

河南金博（HH-S2）；电泳仪，美国 Bio-rad（164-5050）；

转膜仪，北京六一（DYCZ-40A）；磁力搅拌器，金坛

荣华（a85-1）。

2 实验方法2.1 大鼠骨髓源内皮祖细胞的分离、培养

大鼠脱颈处死，75%乙醇溶液浸泡15 min，移至消毒托盘内，将后肢去皮连同肌肉取下，放至玻璃培养皿内，无菌分离股骨、胫骨，将附着于骨头上的肌

肉剔除干净，放至另一玻璃培养皿内，6 mL PBS 清洗 3遍，将黏附肌肉清洗干净，剪断一端骨骺端，用注射器抽取 EGM-2 培养基6 mL，将骨髓冲到离心管内，取大鼠骨髓淋巴细胞分离液6 mL，使用 1 mL 枪头吸取细胞悬液沿管壁倾斜 45°小心加至淋巴细胞

分离液上，保持两层间形成明显界面，2000 r/min 离心 20 min。离心后管内分 3层，培养基在上层，红细胞、粒细胞及其他杂质在下层，中层为淋巴细胞分离液，上、中层分界处有一以单个核细胞为主的云雾状薄层，用枪头小心插至云雾层，将此层细胞全部吸入到另一离心管中，并加入10 mL培养液，轻轻吹打洗

涤，1000 r/min 离心 10 min，弃上清液，底部沉淀即为单个核细胞，用培养基轻轻吹打混匀，制成细胞悬液，计数，将细胞悬液按1×106个/mL浓度移入预先包被细胞纤维连接蛋白（fibronectin，FN）的培养瓶，置于 37 ℃、5%CO2、饱和湿度培养箱内静置培养，每 3d 换液1次。

2.2 内皮祖细胞免疫荧光鉴定细胞培养到第 14 日，使用胰蛋白酶对细胞进行

消化，1000 r/min 离心 5 min，收集细胞悬液，接种于预先放置爬片的培养板中，培养24 h；取出爬片，PBS清洗 3 次，将爬片用 4%多聚甲醛固定 30 min；PBS清洗 5 min×3 次，5%tritonX-100 通透 37 ℃、30 min； PBS 清洗 5 min×3 次；5%BSA 封闭 1 h；孵育一抗，

滴加一抗（CD34-FITC、CD133），4 ℃过夜。同样用 PBS 冲洗 5 min×3 次，滴加抗兔 IgG 标记荧光抗体

200 μL，37 ℃孵育 90 min；PBS 清洗5 min×3 次， DAPI 染核（DAPI 工作液 37 ℃孵育 10 min）；90%甘油封片，荧光显微镜下观察。

2.3 药物血清制备

SD 大鼠 40只，适应性喂养1周，随机分为空白血清组和血府逐瘀汤药物血清组，每组 20 只，血府逐瘀汤药物血清组予14 g/（kg•d）灌胃（按 70 kg 成人体表面积换算，相当于成人用量的10 倍剂量），空

白血清组用等量生理盐水，1次/d，连续 7 d。末次药后 2 h，10%水合氯醛麻醉，腹主动脉取血，4 ℃静置 2 h，1500 r/min 离心 15 min，取上清液为药物血清，经 56 ℃水浴中 30 min 进行灭活，0.22 μm过滤器过

滤除菌，置于-20 ℃冰箱保存备用，需要时用培养液配制成所需浓度的药物血清。

2.4 血管紧张素Ⅱ诱导内皮祖细胞衰老及分组将 EPCs 培养至第 10 日，参照文献[6]方法，细胞置于 100 nmol/L AngⅡ培养液中培养，诱发 EPCs的衰老，利用细胞衰老β-半乳糖苷酶染色试剂盒进行染色，验证 AngⅡ诱导 EPCs 衰老是否成功。同时，将上述 EPCs 随机分为正常组（不做处理）、模型组

（15%对照组大鼠血清＋100 nmol/L AngⅡ处理）、5%

药物血清组（5%药物血清＋100 nmol/L AngⅡ处理）、

10%药物血清组（10%药物血清＋100 nmol/L AngⅡ处

理）、15%药物血清组（15%药物血清＋100 nmol/L

AngⅡ处理）、miR-34a 抑制剂组（miR-34a 抑制剂＋

100 nmol/L AngⅡ处理），分别处理 24、48、72 h 后收集细胞。

2.5 β-半乳糖苷酶检测内皮祖细胞衰老情况细胞衰老染色试剂盒以 X-gal 为底物，在衰老特异性β-半乳糖苷酶催化下生成深蓝色产物，从而在光学显微镜下很容易观察到变成蓝色的表达 β-半乳糖苷酶的细胞或组织。按该原理定性、定量测定 EPCs衰老情况，普通光学显微镜下随机选取每例5个视野观察，计数 100个细胞中衰老细胞数目，取其平均数。

2.6 Western blot 检测 p53 及 SIRT1 蛋白的表达

收集细胞，用细胞裂解液充分裂解细胞，4 ℃、

12 000 r/min 离心 15 min，取上清液，根据 BCA 蛋白浓度定量试剂盒操作说明测定蛋白样品浓度，每个样品上样量为20 μL；用 SDS-PAGE 凝胶电泳分离蛋白，转移至 PVDF 膜，封闭 60 min；一抗 p53（1∶1000）、

SIRT1（1∶200），4 ℃摇床孵育过夜，TBST洗涤；

二抗（1∶3000）室温摇床孵育 60 min，TBST 洗涤， ECL 显色，X线片显影，计算机图像处理系统对条带

进行定量分析。

3 统计学方法

采用 SPSS22.0 统计软件进行分析。计量资料若符合正态分布，用x±s 表示，否则用中位数表示；多

—组比较，若计量资料服从正态分布及方差齐性，用方差分析，组间两两比较满足方差齐性时用LSD 法，不满足方差齐性时用 Dunnett's T3 法。P＜0.05 表示差异有统计学意义。

4 结果

4.1 免疫荧光鉴定荧光显微镜下观察，蓝色为DAPI 蓝色染核，绿色为 CD34荧光染色，红色为 CD133 荧光染色，阳性染色为 CD34-FITC 绿色和 CD133 红色荧光信号，阳性染色即为EPCs。见图 1。 4.2 血府逐瘀汤对大鼠骨髓源内皮祖细胞衰老的影响与正常组比较，模型组 EPCs 衰老数量显著增多

（P＜0.01）；与模型组比较，miR-34a 抑制剂组和5%、

10%、15%药物血清组 EPCs衰老数量显著减少（P＜

0.01）；与 miR-34a 抑制剂组比较，5%、10%、15%药物血清组 EPCs 衰老数量显著增多（P＜0.01）；与

5%药物血清组比较，10%、15%药物血清组 EPCs 衰

老数量显著减少（P＜0.01）；与 10%药物血清组比较，

15%药物血清组 EPCs 衰老数量显著减少（P＜0.01）。各组 EPCs 衰老数量在 24、48、72 h干预时间点无显

著差异（P＞0.05）。结果见表 1。

4.3 血府逐瘀汤对大鼠骨髓源内皮祖细胞p53 蛋白表达的影响

与正常组比较，模型组 EPCs 中 p53 蛋白表达在

3 个不同干预时间均显著升高（P＜0.01）；与模型组

比较，miR-34a 抑制剂组和 15%药物血清组 EPCs 中

p53 蛋白表达在 3 个不同干预时间均显著降低（P＜

0.05，P＜0.01），10%药物血清组 EPCs 中 p53 蛋白表达在干预 48、72 h 均显著降低（P＜0.05，P＜0.01），

5%药物血清组EPCs 中 p53蛋白表达在3个不同时间

点差异均无统计学意义（P＞0.05）；与 miR-34a 抑制

剂组比较，5%、10%药物血清组 EPCs 中 p53 蛋白表达在 3 个不同时间点均显著升高（P＜0.05，P＜0.01），

15%药物血清组EPCs 中 p53蛋白表达在干预24、48 h

差异均无统计学意义（P＞0.05），在干预 72 h EPCs中 p53 蛋白表达显著增高（P＜0.05）；与 5%药物血

清组比较，15%药物血清组 EPCs 中 p53 蛋白表达在3

个不同干预时间均显著降低（P＜0.05，P＜0.01），10%药物血清组EPCs 中 p53蛋白表达在干预24 h显著降

低（P＜0.05），在干预 48、72 h差异均无统计学意义

（P＞0.05）；与 10%药物血清组比较，15%药物血清组 EPCs 中 p53蛋白表达在干预72 h显著降低（P＜

0.05），在干预 24、48 h 差异均无统计学意义（P＞

0.05）。结果见表 2。

4.4 血府逐瘀汤对大鼠骨髓源内皮祖细胞对SIRT1 蛋白表达的影响

与正常组比较，模型组中EPCs 中 SIRT1 蛋白表达量在3个不同干预时间点显著降低，差异有统计学

意义（P＜0.01）；与模型组比较，miR-34a 抑制剂组和15%药物血清组 EPCs 中 SIRT1 蛋白表达量在3个不同干预时间显著升高，差异有统计学意义（P＜

0.05，P＜0.01），10%药物血清组 EPCs 中 SIRT1 蛋白表达在干预 48、72 h 显著升高（P＜0.05，P＜0.01），在干预 24 h 差异无统计学意义（P＞0.05），5%药物血清组EPCs 中 SIRT1蛋白表达量在干预48 h显著升

高（P＜0.05），在干预 24、72 h差异无统计学意义

（P＞0.05）；与 miR-34a 抑制剂组比较，5%药物血清组 EPCs 中 SIRT1 蛋白表达在3个不同干预时间显著

降低（P＜0.01），10%药物血清组 EPCs 中 SIRT1 蛋白表达量在干预 24、48 h 显著降低（P＜0.05，P＜

0.01），在干预 72 h 差异无统计学意义（P＞0.05），

15%药物血清组 EPCs 中 SIRT1 蛋白表达在干预24 h

显著降低（P＜0.05），在干预 48、72 h差异均无统计

学意义（P＞0.05）；与 5%药物血清组比较，15%药物血清组 EPCs 中 SIRT1 蛋白表达量在3个不同干预时

间均显著升高（P＜0.05，P＜0.01），10%药物血清组EPCs 中 SIRT1 蛋白表达在干预 48 h 显著升高（P＜

0.05），在干预 24、72 h 差异均无统计学意义（P＞

0.05）；与 10%药物血清组比较，15%药物血清组 EPCs中SIRT1蛋白表达在3个不同干预时间差异均无统计

学意义（P＞0.05）。结果见表 3。

5 讨论

EPCs 是血管内皮细胞的前体细胞，亦称为成血管细胞，正常情况下大多处于休眠状态，在生理或病理因素刺激下能从骨髓动员到外周血、在体内缺血组织中整合形成新生血管的前体细胞。外源 EPCs 治疗冠心病已从基础研究推广至临床，能明显改善心肌梗死和介入手术患者的预后。EPCs 具有分化、迁移、血管新生、修复功能，在冠心病的发生、发展中扮演

着重要角色[7]。冠心病患者循环血中 EPCs 的数量下降了近 50%，黏附、迁移能力受损，经跟踪随访，EPCs

数量及功能下降患者的预后更差[8]。大部分正常细胞在尽其有限的分裂后，衰老现象也会接踵而来，衰老虽然并不意味着细胞的死亡，但其蛋白及基因的表达 谱可能发生巨大改变，以至于在遇到刺激后不再分裂。老龄、吸烟、动脉粥样硬化、高血糖等冠心病危险因素均可引起EPCs衰老，其增殖和功能受到影响，而冠心病患者多伴有上述危险因素，与 EPCs 衰老互为因果，形成恶性循环，阻碍血管新生，逐渐引起心血管领域学者的关注。

p53 基因是人抑癌基因，该基因编码一种分子量为 53 kD的蛋白质，属肿瘤抑制蛋白，由该基因编码的蛋白质是一种转录因子，其控制细胞周期的启动。

有研究表明，p53 基因过表达是血管内皮细胞发生衰

老变化的重要促进因子[9-10]；也有研究发现，益气活血中药能通过抑制p53过表达有效延缓血管内皮细胞

的衰老，部分改善细胞的增殖障碍，预防血管老化[11]。

SIRT1 为具有 NAD+依赖性去乙酰化酶活性的核内蛋白，可调节细胞衰老与凋亡、控制能量代谢等，从而影响细胞的寿命，能使p53蛋白去乙酰化从而降低 p53在细胞中活性，有明显的抗成体干细胞衰老的作用。此外，研究发现 SIRT1 是血管新生的关键调控

因子[12]，其功能的丧失会抑制内皮细胞的血管新生能力，并伴随参与血管发育和重塑的基因表达水平的下降。EPCs作为人体重要的成体干细胞，其自我更新、增殖能力和寿命亦受 SIRT1 的直接调控[13-14]。

本实验在前期研究的基础上，通过原代培养大鼠骨髓源 EPCs，使用 AngⅡ诱导其衰老，研究血府逐瘀汤对 EPCs 衰老的作用及对 p53、SIRT1 蛋白表达的影响。结果表明，血府逐瘀汤能减轻EPCs 的衰老，其机制可能与下调p53、上调 SIRT1 的表达有关。

参考文献：

[1] MEIER P, HEMINGMAY H, LANSKY A J, et al. The impact of the coronary collateral circulation on mortality ： a metaanalysis[J]. Eur Heart J,2012,33(5)：614-621.

[2] SEILER C. Assessment and impact of the human coronary collateral circulation on myocardial ischemia and outcome[J]. Circ Cardiovasc Interv,2013,6(6)：719-728.

[3] HUR J, YANG H M, YOON C H, et al. Identification of a novel role of T cells in postnatal vasculogenesis ： characterization of endothelial progenitor cell colonies[J]. Circulation,2007,

116(15)：1671-1682.

[4] ZHU S, DENG S, MA Q, et al. MicroRNA-10A* and microRNA-21 modulate endothelial progenitor cell senescence via suppressing high-mobility group A2[J]. Circulation Research,2013,112(1)：152164.

[5] 高冬,焦雨欢,武一曼,等.血府逐瘀汤诱导内皮祖细胞参与缺血区血

管新生的实验研究[J].中国中西医结合杂志,2012,32(2)：224-228.

[6] IMANISH T, HANO T, NISSHIO I. Angiotensin Ⅱ accelerates endothelial progenitor cell senescence through induction of oxidative stress[J]. Journal of Hypertension,2005,23(1)：97-104.

[7] KHAKOO A Y, FINKEL T. Endothelial progenitor cells[J]. Annu Rev

Med,2005,56：79-101.

[8] WERNER N, KOSIOL S, SCHIEGL T, et al. Circulating endothelial progenitor cells and cardiovascular outcomes[J]. New England Journal of Medicine,2005,353(10)：999-1007.

[9] BLACKBURN E H. Telomere states and cell fates[J]. Nature,2000,

408：53-56.

[10] 贾春平.抑癌基因 p53 与肿瘤研究的最新进展[J].生命科学杂志,

2008,20(3)：450-453.

[11] 王铭,雷燕,陈连凤.人参三七川芎提取物抑制p53基因表达促进衰老

内皮细胞增殖的研究[J].中华中医药杂志,2015,30(2)：519-523.

[12] MICHAEL P, LALEH G, DANLIA B, et al. SIRT1 controls endothelial angiogenic functions during vascular growth[J]. Genes Dev,2007,

21：2644-2658.

[13] LEMARE C A, SHBAT L, MARCHESI C, et al. Mthfr deficiency induces endothelial progenitor cell senescence via uncoupling of eNOS and downregulation of SIRT1[J]. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology,2011,300(3)：H745-H753.

[14] BALESTRIERI M, SERVILLO L, ESPOSITO A, et al. Poor glycaemic control in type 2 diabetes patients reduces endothelial progenitor cell number by influencing SIRT1 signalling via platelet-activating factor receptor activation[J]. Diabetologia,

2013,56(1)：162-172.

（收稿日期：2018-01-24）

（修回日期：2018-02-04；编辑：华强）